1. Verschijnselen
2. Diagnostiek
3. Prevalentie
4. Aanpak besmette bedrijven
5. Preventie
6. Regelgeving
7. Websites en literatuur

---

De kiem

Het betreft een virus van het genus Orbivirus, van de familie Reoviridae. Het AHS-virus kent 9 verschillende serotypen. Serotype 9 is verantwoordelijk voor de meeste AHS- uitbraken buiten Afrika. De uitbraken in Spanje en Portugal werden overigens veroorzaakt door serotype 4 via de import van subklinisch geïnfecteerde zebra’s terwijl de recente uitbraak in Thailand door serotype 1 veroorzaakt werd.

Gevoelige diersoorten

Alle equiden zoals paarden, ezels, zebra’s, muilezels en muildieren zijn gevoelig, waarbij de morbiditeit en mortaliteit verschillend zijn. Zebra’s vertonen niet of nauwelijks verschijnselen en worden als reservoir gezien in zuidelijk en oostelijk Afrika. In delen van Afrika waar geen zebra’s zijn, zouden Afrikaanse ezels mogelijk de rol van reservoir vervullen. Kamelen en zebra’s kunnen fungeren als latente dragers. Honden kunnen experimenteel besmet worden door ingestie van besmet vlees, daar is ook casuïstiek uit het veld over bekend. Daarnaast zijn er gevallen bij honden gerapporteerd die geen besmet vlees gegeten hadden en zijn er risicofactoren onderzocht en gerapporteerd die geassocieerd zijn met overdracht door knutten.

Volksgezondheid

Afrikaanse paardenpest is geen zoönose. Hoewel mensen niet kunnen worden besmet door zieke of dode paarden is voorzichtigheid geboden met sommige levende vaccins. Inhalatie van een neurotrope vaccinstam die aan muizen geadapteerd is, kan wel encefalitis en retinitis veroorzaken.

Overleving

Het virus komt voor in organen en bloed van besmette paarden en ook in sperma, urine en alle andere secreta. De viremie kan 18 dagen duren (maar meestal slechts 4 tot 8 dagen) in paarden en maximaal 28 dagen in ezels en zebra.

AHS is echter niet direct overdraagbaar, behalve door ingestie van besmet vlees door honden. Het virus kan in bevroren vlees overleven, maar wordt in karkassen na de rigor mortis vaak al grotendeels geïnactiveerd door de pH-daling. Het virus kan bij een temperatuur van 37⁰ C tot 37 dagen overleven.

Desinfectie

Het AHS-virus wordt afgedood na 3 uur op een temperatuur van 50⁰C of 15 minuten op 60⁰ C. Het virus wordt geïnactiveerd bij pH < 6,0 of  >12,0. Het virus wordt geïnactiveerd door ether en ß-propiolactone 0,4%. Als ontsmettingsmiddelen kunnen formaline (0,1%/48 uur), phenol/carbolzuur en iodophoren worden gebruikt. Daarnaast kunnen zure ontsmettingsmiddelen zoals 2% azijnzuur of 2% citroenzuur effectief gebruikt worden.

---

Verschijnselen van AHS

Klinisch beeld

De incubatietijd van Afrikaanse paardenpest is bij experimentele infecties 2 tot 21 dagen. Bij natuurlijke infecties is de incubatietijd 3 tot 5 dagen voor de respiratoire vorm, 7 tot 14 dagen voor de cardiale vorm, 5 tot 7 dagen voor de mengvorm en 5 tot 14 dagen voor ‘horsesickness fever’ (de meest milde vorm van de ziekte).

Er wordt onderscheid gemaakt tussen vier verschillende verschijningsvormen van AHS:

• De koortsvorm: koorts (40 tot 40,5 ⁰C), duurt vaak 3 tot 8 dagen met wisselend verloop (’s ochtends kan de temperatuur normaal zijn, ’s middags weer koorts) en algemene malaise (1 tot 2 dagen).
• Subacute of cardiale vorm (dikkopziekte): koorts (39 tot 41 ⁰C), supraorbitaal oedeem in de fossa temporalis (kenmerkend voor AHS), oedeem van de oogleden, andere weefsels van het hoofd hals, borst en schouders en sterfte binnen 1 week door hartfalen.
• Acute respiratoire vorm (dunkopziekte): koorts (40 tot 41 ⁰C), benauwdheid, krampachtig hoesten, verwijdde neusgaten met schuimig rood secreet, rode conjunctivae en sterfte binnen 1 dag tot 1 week door zuurstofgebrek.
• Mengvorm (cardiaal en pulmonair), vaak voorkomend: begint met een milde respiratoire vorm gevolgd door oedemen en oog- en neusuitvloeiing, waarna sterfte door hartfalen binnen 1 week.

Daarnaast kunnen we de volgende vormen aantreffen:

• Overgangsvorm (subklinisch, cardiaal en pulmonair): in de meeste gevallen wordt een subklinische cardiale vorm plotseling gevolgd door ernstige benauwdheid en andere typisch respiratoire verschijnselen.
  Nerveuze vorm: komt zelden voor.

Bij paarden treedt meestal de acute respiratoire vorm of de mengvorm op. De mortaliteit van deze vorm is >95%. Bij ezels en zebra’s komt vaker de subklinische vorm voor en hier bestaan zelfs latente dragers. 

Morbiditeit/mortaliteit

De morbiditeit en mortaliteit hangen af van de betrokken virusstam, de diersoort en de blootstelling aan de knutten. De mortaliteit is bij gevoelige paardenpopulaties 50 tot 95%, waarbij de respiratoire vorm praktisch altijd fataal verloopt en de mortaliteit voor de cardiale en gemengde vorm respectievelijk > 50% en >70% is. De koortsvorm leidt zelden tot sterfte. Bij muildieren en muilezels is de mortaliteit ongeveer 50%, bij Europese en Aziatische ezels 5 tot 10% en bij Afrikaanse ezels en zebra’s 0%. 

Dieren die herstellen van AHS ontwikkelen een goede immuniteit tegen het infecterende serotype en een partiële immuniteit tegen andere serotypen (een bepaalde mate van kruisimmuniteit bestaat tussen de serotypen 1 en 2, 3 en 7, 5 en 8, en 6 en 9; serotype 4 kruis reageert met geen enkel ander serotype).

Uitscheiding van de kiem

Afrikaanse paardenpest is geen besmettelijke ziekte omdat de infectie niet van paard op paard overgaat. Besmetting met het virus vindt niet plaats door direct contact tussen besmette en vatbare dieren (paarden, muilezels, ezels, zebra’s). Besmetting verloopt via biologische vectoren (Culicoides spp = knutten) of mechanische vectoren (andere muggen, teken, injectienaalden). Besmette knutten kunnen zich met de wind >100 kilometer verplaatsen, er zijn bijvoorbeeld sterke aanwijzingen dat de AHS uitbraken in Spanje in 1966 en in Cyprus in 1960 door Long-Distance Wind Dispersion veroorzaakt zijn (Durr et al. 2017). Normaal vliegen knutten echter slechts 1 tot 2 kilometer. Knutten vermeerderen zich op vochtige warme plaatsen en leven 2 tot 3 weken. De cyclus van ei tot geslachtsrijp vrouwtje duurt eveneens 2 tot 3 weken.

Er bestaan meer dan 100 verschillende soorten knutten, maar Culicoides imicola wordt beschouwd als de belangrijkste vector. Daarnaast speelt Culicoides botilinos een rol in bepaalde uitbraken in Zuid-Afrika, met name in de hoger gelegen en wat koelere gebieden. Recent onderzoek heeft ook  verschillende temperatuur toleranties en limieten aangetoond voor deze species. Daarnaast kunnen stekende vliegen en dazen (Stomoxys spp. en Tabanus spp.) door middel van mechanische transmissie AHSV overdragen. In Noord-Amerika is onder laboratoriumomstandigheden aangetoond dat de daar volop voorkomende Culicoides variipennis ook een efficiënte vector kan zijn.Ook in Zwitserland is aangetoond dat sommige daar aanwezige Culicoides soorten, zoals C. obsoletus en C. scoticus, efficiënte vectoren kunnen zijn.  De viremie in paarden kan 18 dagen duren (maar meestal slechts 4 tot 8 dagen) en maximaal 28 dagen in ezels en zebra’s. In Thailand werden in de Hua Hin region drie dominante species gevonden (C. oxystoma, C. imicola en C. actoni) met een voorkeur voor paardenbloed. Daarnaast bleken C. oxystoma, C. imicola, en C. bravatarsis zich ook graag te voeden met hondenbloed. 

Differentiaaldiagnostiek

• Miltvuur
• Equine infectieuze anaemie
• Equine viral arteritis
• Trypanosomose
• Equine encephalosis
• Piroplasmose
• Purpura haemorrhagica
• Hendra virusinfectie
• Vergiftigingen
• Andere ziekten die tot heftige respiratoire problemen leiden 

---

Diagnostiek van AHS

Pathologie

Bij de longvorm is de belangrijkste bevinding een ernstig diffuus longoedeem met sterk verbrede interlobulaire septa, hydrothorax en subpleuraal oedeem. In de zeer acute gevallen is het opgeklopte schuim in neusgaten en op snijvlakken van de longen opvallend. Pulmonaire en viscerale lymfeklieren zijn vergroot en oedemateus. Hyperemie van de maagmucosa, hyperemie van de darmen, petechiën in darmen en pericardium en subcapsulaire bloedingen op de milt kunnen ook aanwezig zijn.

Bij de hartvorm is er een geel gelatineus infiltraat in de subcutane en intermusculaire fascia van nek, schouder en romp. Steeds is er dan een hydropericard aanwezig. In epicardium en endocardium worden vaak bloedingen gezien in de vorm van petechiën en/of ecchymoses. De gemengde vorm wordt het meest frequent gezien en hierbij zijn zowel longoedeem als subcutaan oedeem aanwezig. Voor de koortsvariant zijn geen gegevens bekend omdat deze nagenoeg allemaal herstellen.

Isolatie van de kiem

Op de top van de koorts dienen bloedmonsters te worden afgenomen voor virusisolatie en geconserveerd met OPG (50% glycerol, 0,5% kaliumoxalaat, 0,5% phenol). Daarnaast kunnen gewoon EDTA-bloedmonsters afgenomen worden en snel en gekoeld naar het laboratorium opgestuurd worden. Van gestorven paarden dienen milt, long en lymfeklieren te worden geconserveerd in transportmedium met 50% glycerol en verzonden naar het WBVR laboratorium in Lelystad. Virusisolatie kan plaatsvinden door intracerebrale inoculatie van (zogende) muizen, in geëmbryoneerde kippeneieren of in celculturen (BHK-21, MS, Vero). Virusidentificatie kan plaatsvinden door een groepsspecifieke ELISA, type-specifieke virusneutralisatietesten of groepsspecifieke en type-specifieke PCR’s. Ook kan een antigeen-ELISA en/of real-time RT-PCR rechtstreeks op bloed en weefsels uitgevoerd worden. Naast groepsspecifieke real-time RT-PCR’s zijn ook type-specifieke multiplex RT-PCR’s beschreven, waarmee na een positieve AHSV-diagnose direct typering kan volgen. Uiteraard is het van groot belang de validatiegegevens van dergelijke testen kritisch te beoordelen. Recent beschreven Fowler et al. een zogenaamde LAMP test (Loop-Mediated Isothermal Amplification Assay) voor het aantonen van AHS die potentieel direct in het veld toegepast kan worden en dezelfde gevoeligheid heeft als real-time RT-PCR (met name nuttig voor endemische landen). Ook zijn in 2019 type-specifieke real-time PCRs beschreven waarbij onderscheid gemaakt kan worden tussen veldvirussen en vaccinvirussen. Hierbij bleek in Zuidelijk Afrika de incidentie van door vaccinvirussen veroorzaakte AHS infecties laag te zijn. FTA cards lijken ook geschikt om AHS positieve monsters te transporteren, hetgeen perspectief biedt voor het tegen lage kosten opsturen van monsters naar referentie laboratoria (Rattanamas et al. 2022).

Serologie

Om de diagnose te kunnen bevestigen/uitsluiten kunnen van globaal 5 paarden gepaarde bloedmonsters met 21 dagen tussentijd worden afgenomen voor serologisch onderzoek. Bewaren dient te geschieden bij -20 ⁰C. Sera kunnen op antistoffen tegen AHSV onderzocht worden met ELISA, CBR of immunoblotting. De virusneutralisatietest wordt gebruikt voor serotypering.

Klinische chemie/haematologie

Schliewert et al. onderzochten de klinische chemische/haematologische veranderingen die optreden bij naieve paarden na experimentele infectie met AHS. Zeer opvallend was de sterke trombocytopenie die optrad, leidend tot een verhoogde bloedingsneiging, terwijl de acute fase markers SAA en ijzer onverwacht weinig verhoogd waren en vooralsnog geen bruikbare klinische markers voor een AHS infectie lijken te zijn.

---

Prevalentie van AHS

Nederland

In Nederland is AHS nog nooit aangetoond. Uit recent onderzoek van WBVR met een nieuw model (MINTRISK) Risk bleek echter dat de introductie kansen voor AHS middelmatig en voor WNV zeer hoog werden ingeschat.

Andere landen

Europa
In de periode 1987 tot 1991 zijn er in Spanje en Portugal 137 uitbraken van AHSV type 4 geweest op 104 bedrijven. Hierbij zijn alleen al in 1989 meer dan 2000 paarden overleden of geëuthanaseerd. Er werden 170.000 paarden gevaccineerd en de bestrijding kostte ongeveer 30 miljoen USD. Deze uitbraak werd veroorzaakt door de import van viraemische subklinisch geïnfecteerde zebra’s in een wildpark in de omgeving van Madrid. Na 1991 zijn er geen AHS-uitbraken meer in Europa gerapporteerd. In een recente Belgische studie naar prioritering van internationale infectieziekten bij landbouwhuisdieren op basis van multidecision criteria analysis stond AHS in de top zes.

Landen buiten Europa
AHS werd in 1921 voor het eerst beschreven, maar kwam al in 1780 voor in Afrika. In een Arabisch document wordt zelfs al een op AHS gelijkend ziektebeeld beschreven in 1327 in Jemen. AHS is endemisch in de Centraal-Afrikaanse tropische gebieden. Van daaruit verspreidt de ziekte zich regelmatig naar Zuid-Afrika en sporadisch naar Noord-Afrika omdat de Sahara een natuurlijke barrière vormt. In 1943-1944 waren er uitbraken in Egypte, Syrië, Jordanië, Libanon en Palestina en in 1959-1960 waren er uitbraken (waarbij meer dan 300.000 paarden stierven) in het Midden Oosten en Zuidwest-Azië (Cyprus, Turkije, Libanon, Iran, Irak, Syrië, Jordanië Palestina, Pakistan en India). In 1965/1966 kwam de ziekte voor in Marokko en vervolgens in Spanje. In 1997 kwam de ziekte voor in Jemen en in 1999 op de Kaapverdische eilanden. Sinds 2007 hebben de AHSV serotypes 2 en/of 7 zich tamelijk onverwacht verspreid naar verschillende landen in Oost- en West-Afrika (Nigeria, Senegal, Mali, Gambia, Ethiopië).In de afgelopen jaren zijn weer diverse uitbraken in Zuid-Afrika en Mozambique gerapporteerd, in 2017 bijvoorbeeld in Zuid-Afrika (Noord Kaap) en in Swaziland (serotype 7). In Q4 van 2022 en Q1 van 2023 zijn weer veel gevallen van AHS gerapporteerd met sinds Februari  In 2020 vond in Thailand een uitbraak van Afrikaanse Paardenpest plaats. De uitbraak startte op 24 februari 2020 en werd bevestigd/gerapporteerd op 27 maart 2020. In totaal bevonden zich 2681 gevoelige paarden in de desbetreffende regio van Thailand, waarvan 608 paarden ziek werden en 560 paarden dood gingen. De mortaliteit was daarmee 22.7% en de case-fatality ratio 92.1% (naar verwachting in een naïeve paarden populatie). Het betrof in dit geval AHSV type 1. Er werden vervolgens 10.000 vaccinaties gegeven,  de uitbraak was officieel afgelopen op 5 februari 2021. Er bleken zebra’s geïmporteerd te zijn uit Zuid Afrika in juli 2019, januari 2020 en maart 2021, waarbij de WOAH richtlijnen niet volledig gevolgd waren bij import. De epidemiologische analyse gaf aan dat de AHS uitbraak zeer waarschijnlijk veroorzaakt was door de import van zebra’s in januari 2020. Maleisie rapporteerde ook een uitbraak van Afrikaanse paardenpest die begon op 6 augustus 2020 en op 27 augustus bevestigd werd door het desbetreffende laboratorium in Maleisie en gerapporteerd werd op 2 september 2020. Het betrof hier 5 paarden met vage ziekteverschijnselen die geen van allen dood gingen, waarbij het AHSV type niet bepaald is. Er zijn vervolgens ook geen andere gevallen gerapporteerd, ondanks het feit dat er geen vaccinaties toegepast werden. Het lijkt waarschijnlijk dat het hier om een fout-positief testresultaat gegaan is, wat maar weer aangeeft hoe belangrijk testvalidatie en accreditatie is. Voor gedetailleerde informatie over de verspreiding, zie WOAH: World Animal Health Situation en WOAH bulletin.

---

Aanpak besmette bedrijven

Meldingsplichtig

Afrikaanse paardenpest is een meldingsplichtige en bestrijdingsplichte ziekte volgens de Europese diergezondheidsverordening (Animal Health Regulation AHR). Sinds 21 april 2021 valt het voorkomen en bestrijden van dierziekten onder deze Europese verordening. Elke verdenking van de ziekte dient te worden gemeld bij de NVWA. Daarbij is een recente studie uit de UK vermeldenswaardig: bij een survey onder paardeneigenaren (327 respondenten) wisten maar weinig deelnemers dat muggen en knutten een rol spelen bij bepaalde infectieziekten bij paarden, zoals Afrikaanse paardenpest en WNV. Minder dan 15% van de deelnemers kon de klinische verschijnselen passend bij deze ziekten benoemen. Volgens de auteurs moeten daarom in tijden van verhoogd risico voorlichtingscampagnes voor eigenaren zo snel mogelijk geïmplementeerd worden.

Vaccinatie

Voor alle negen serotypen zijn vaccins ontwikkeld, maar deze zijn niet in Nederland geregistreerd. Het in Zuid-Afrika verkochte vaccin is een levend vaccin met een zeker risico voor introductie van het virus na illegale import. Er zijn twijfels over de veiligheid van deze vaccins in naïeve populaties: ze zouden teratogene eigenschappen bezitten en deze vaccinvirussen veroorzaken een viraemie, die in theorie zou kunnen leiden tot reassortment tussen vaccin- en uitbraakvirussen. Recent onderzoek naar AHS uitbraken in de AHS gecontroleerde zone in Zuid Afrika tussen 2004 en 2014 heeft aangetoond dat beide fenomenen voorkomen: terugkeer naar virulentie van AHS serotype 1 vaccinstammen en reassortment van veldvirussen en AHS type 1, 3 en 4 vaccinvirussen. Ook is er een dood vaccin ontwikkeld tegen AHSV serotype 4 ten tijde van de uitbraken in Spanje en Portugal, maar dat vaccin is inmiddels niet meer beschikbaar. Het Central Veterinary Research Laboratory in Dubai heeft een afgedood volvirusvaccin ontwikkeld en in twee cocktails die samen alle serotypen bevatten uitgetest onder veldomstandigheden in Kenia met goed resultaat (hoge veiligheid en effectiviteit), dit vaccin is echter niet in Europa geregistreerd. Effectiviteit van een kanariepokkenvector-vaccin met een VP2/VP5-cassette voor AHSV serotype 4 is gedemonstreerd, maar dit vaccin is (nog) niet beschikbaar. Tevens werd in 2014 de effectiviteit van een genetisch gemodificeerd vacciniavirus met een AHS VP2 cassette (MVA-AHS vaccin) in paarden gedemonstreerd voor AHSV serotype 9. Alle gevaccineerde paarden (n=4) waren volledig beschermd en vertoonden ook geen viraemie, terwijl alle controles (n=4) aan de ziekte bezweken. Er zijn diverse ontwikkelingen gaande op het gebied van reverse genetics en recombinant eiwitten, maar het zal nog jaren duren voordat er in Europa geregistreerde vaccins beschikbaar zijn. Het is bovendien de vraag of fabrikanten hierin een investering willen doen, aangezien het een onzekere afzetmarkt betreft. Zowel in endemische als in vrije landen bestaat er veel belangstelling voor een veilig en effectief AHSV vaccin met DIVA eigenschappen. De WOAH heeft diverse studies gesponsord, waaronder een desk study naar de beschikbaarheid en effectiviteit van AHSV vaccins en vaccinkandidaten. Met behulp van een prioriterings matrix werden de vaccins als volgt geranked: subunit vaccins gevolgd door MVA-VP2/Canarypox vaccins, gevolgd door levend geattenueerde of geïnactiveerde vaccins, gevolgd door DISC vaccins gevolgd door DISAvaccins. Bij WBvR in Lelystad is een onderzoeksgroep onder leiding van prof. Dr. Piet van Rijn zeer actief met de ontwikkeling en validatie van DISA (Disabled Infectious Single Animal) vaccins tegen BTV en AHSV. Momenteel is er door gebrek aan financiering weinig voortgang in deze vaccinontwikkeling. Op een ander front rapporteerden Wernery et al in de Verenigde Arabische Emiraten echter ELISA en virus neutraliserende antistoffen na vaccinatie met een geïnactiveerd vaccin dat alle 9 serotypen bevat. Het is daarbij wel nodig om net als bij influenza een goede basis immunisatie uit te voeren en jaarlijks een booster vaccinatie toe te dienen. Dat kan een oplossing zijn in endemische gebieden maar is niet goed genoeg voor zogenaamde emergency vaccination bij een AHS uitbraak in een vrij land/gebied, omdat hierbij bij voorkeur voldoende bescherming na een enkelvoudige vaccinatie op moet treden (de opbouw van bescherming in-outbreak duurt bij basisvaccinatie + booster te lang).

Antibiotica/therapie

Er is geen therapie beschikbaar.

Overige maatregelen

Paarden die de ziekte overleven bouwen een levenslange immuniteit op tegen stammen van het homologe serotype, maar blijven (partieel) gevoelig voor de overige serotypen. Paarden zouden zo gehuisvest moeten worden dat contact met knutten zo goed als uitgesloten is. Veel knuttensoorten komen niet graag binnen en aanvullende maatregelen als een ventilator en het gebruik van met alphacypermethrin geïmpregneerd knuttengaas kunnen de kans op knuttenbeten op stal verwaarloosbaar klein maken. Uiteraard kan dit slechts beperkte tijd volgehouden worden in het kader van dierwelzijn en is het geen oplossing voor de lange termijn. Hoewel in het draaiboek staat dat alle besmette dieren dienen te worden geëuthanaseerd, is dat momenteel nog een punt van discussie omdat het belangrijk is ongewenste verplaatsingen (verstoppen van paarden) te voorkomen. In Europees verband wordt gewerkt aan een nieuwe richtlijn, waarop de nationale draaiboeken gebaseerd dienen te worden. In de op dit moment nog vigerende versie van het draaiboek van (versie 1.0 December 2007) staat het volgende vermeld met betrekking tot euthanasie: “Indien een uitbraak van APP bevestigd wordt, moeten besmette paarden of paarden die klinische symptomen van APP (gaan) vertonen geëuthanaseerd worden. Er worden geen dieren preventief geëuthanaseerd. Dieren worden alleen geëuthanaseerd als uit onderzoek blijkt dat ze besmet zijn, of als ze klinische symptomen van APP (gaan) vertonen, nadat er een besmetting in Nederland is bevestigd. De dieren moeten geëuthanaseerd worden om te voorkomen dat de knutten zich met het virus kunnen besmetten. Omdat een groot deel van de besmette paarden zeer ernstig ziek worden (zie 2.2) is het ook vanuit dierenwelzijnsoogpunt wenselijk om besmette paarden in te laten slapen. Daarnaast is er slechts een kleine kans dat besmette paarden de ziekte overleven, omdat er geen behandeling mogelijk is. Ezels kunnen beter tegen het virus en zullen minder ziek worden. Maar ook besmette ezels zullen geëuthanaseerd moeten worden, omdat ze via de knutten een mogelijke besmettingsbron vormen voor andere paardachtigen.

Maatregelen in kader volksgezondheid

Zie 1.4. AHS is geen zoönose.

---

Preventie van AHS

Gezien de uitbraak van blauwtong bij runderen in Nederland, België en Duitsland (herfst 2006) en de schmallenbergvirus uitbraak in 2012 is een AHS-uitbraak niet langer als onwaarschijnlijk te betitelen. Beide virussen gebruiken immers dezelfde vector, namelijk knutten of Culicoides soorten. Daar waar Culicoides obsoletus ineens als vector kon optreden voor blue tongue-virus, zou dat ook kunnen gebeuren indien het AHS-virus in ons land zou komen (bijvoorbeeld via een vrachtvliegtuig uit Afrika waarin zich besmette knutten bevinden). Bovendien blijkt het verspreidingsgebied van de primaire vector Culicoides imicola ook toe te nemen en zich verder naar het Noorden uit te breiden (Guichard et al. 2014). Gezien de paardendichtheid in Nederland zou de blauwtong-uitbraak wellicht overtroffen worden. Door de veel hogere mortaliteit van AHS zal de impact zeker nog veel groter zijn.

Preventie van AHS kan door ezels, zebra’s of kamelen serologisch te onderzoeken alvorens deze worden ingevoerd. Daarnaast natuurlijk door import vanuit endemisch besmette landen te weigeren of hieraan – zoals bij tijdelijke of permanente import van paarden uit Zuid Afrika – strenge eisen te verbinden. Sergeant et al. berekenden dat bij de huidige werkwijze voor paarden afkomstig uit Zuid Afrika de kans op introductie in een vrij land eens per 1000 jaar is en dat deze kans nog 12 keer kleiner wordt als er in de vector beschermde quarantaine periode na aankomst nog een extra PCR test gedaan wordt. Indien besmetting in Nederland is geconstateerd, rest slechts vaccinatie met dode vaccins tegen het bewuste type, al zijn er op dit moment geen geregistreerde vaccins beschikbaar. Daarnaast zijn knuttendekens en op stal houden vermoedelijk het meest effectief gezien de ervaringen met de knuttenbestrijding bij staart- en maneneczeem. Recent zijn enkele publicaties verschenen over het gebruik van met insecticiden geimpregneerd knuttengaas (Del Rio et al. 2014; Page et al. 2014). Met name knuttenwerend gaas geïmpregneerd met alphacypermetrim al dan niet in combinatie met pyrethrines vertoonde een hoge effectiviteit (Page et al. 2017). Daarnaast zijn ventilatoren ook effectief in het verdrijven van knutten, met name voor in groepshuisvesting gehouden paarden (Baker et al. 2015; Lincoln et al. 2015).

---

Regelgeving

Nederlands recht

AHS is een ziekte die als aangifteplichtig geldt voor de WOAH. Dat betekent automatisch dat AHS ook in Nederland meldingsplichtig. Elke verdenking van de ziekte dient te worden gemeld bij de NVWA.

Een land is AHS-vrij indien de ziekte aangifteplichtig is in het land en als er geen klinische, serologische (in niet gevaccineerde dieren) of epidemiologische aanwijzing voor AHS is gevonden in de laatste 2 jaren. Ook geldt dat geen inheems paard of paardachtige is gevaccineerd tegen de ziekte gedurende de laatste 12 maanden.

Het draaiboek AHS is in 2002 opgesteld voor Nederland en is in overeenstemming met artikel 17 van richtlijn 92/35/EEC van de EU. Volgens artikel 19 en 100 zijn eigenaar, houder en dierenarts verplicht een verdenking te melden bij het landelijk EZ-dierziektenummer 045-5463188, waarna het NVWA-kringhoofd direct de burgemeester inlicht. Direct na vaststelling van AHS wordt de EU-commissie geïnformeerd. In 2008 is een nieuw conceptdraaiboek opgesteld.

Het specialistenteam (GD-dierenarts, NVWA-dierenarts, practicus) beschrijft de situatie op het bedrijf, aantal en soort gevoelige en zieke dieren en diersoorten, tijdstip eerste verschijnselen, omvang en locatie van bedrijf en de recente verplaatsingen van paarden en personen. Daarbij worden EDTA bloed en serumbloed monsters genomen van de paarden met de klinische verschijnselen.

Het screeningsteam brengt de situatie van de omgeving in beeld met betrekking tot de mogelijke verspreiding van het virus. Ook zorgt dit team voor follow-up screening en finale screening voor het opheffen van de beperkingen.

Het tracingteam zoekt alle mogelijke contacten uit die dieren van het besmette bedrijf hebben gehad, met name de verplaatsingen van mogelijk viraemische dieren.

Besmette en verdachte dieren moesten worden geslacht volgens de huidige Nederlandse wetgeving (GWWD, art 22, par. 1, subp. F). Dit ondanks richtlijn 92.35 EEC, die in art. 6 nog voorschrijft dat alle gevoelige dieren op het bedrijf gedood moeten worden. Deze maatregelen zijn verder verzacht in het nieuwe conceptdraaiboek waarbij mogelijk slechts op verzoek geëuthanaseerd zal worden en mogelijk vooral een opstalverplichting en isolatie zal gelden.

Schoonmaken en desinfecteren van gebouwen, land, mestsilo’s en voeropslag kan worden verplicht door de NVWA. Zodra de diagnose AHS officieel is bevestigd, wordt een beschermingszone van 100 kilometer en een bewakingszone van 150 kilometer ingesteld.

De minister van EZ kan een vervoersverbod afkondigen voor dieren, producten en materialen die infectieus kunnen zijn voor heel Nederland of een deel ervan. Het districtshoofd van de NVWA kan een ‘stand still’ afkondigen rond een verdacht of besmet bedrijf. Een besmet verklaard bedrijf mag geen dieren, producten en materialen vervoeren naar of van het bedrijf. Tevens is er een restrictie op het toelaten van personen. Reinigen en ontsmetten is verplicht.

Europees recht

Afrikaanse paardenpest is een meldingsplichtige en bestrijdingsplichte ziekte volgens de Europese diergezondheidsverordening (Animal Health Regulation AHR). Sinds 21 april 2021 valt het voorkomen en bestrijden van dierziekten  onder deze Europese verordening. AHS valt in de categorieën A+D+E

De dierziekten in de Europese Diergezondheidsverordening zijn ingedeeld in de vijf categorieën A, B, C, D en E. Voor alle ziekten uit deze categorieën geldt een meldingsplicht, voor de ziekten uit categorieën A en B geldt daarnaast ook een bestrijdingsplicht.

• Dierziekten van categorie A zijn ziekten die niet in de Europese Unie voorkomen en die lidstaten meteen moeten uitroeien. Bijvoorbeeld mond-en-klauwzeer en varkenspest. Lidstaten moeten deze ziekten snel opsporen, direct bestrijden en besmette bedrijven en de directe omgeving afsluiten.
• Dierziekten van categorie B zijn ziekten die de Europese Unie wil uitroeien. Bijvoorbeeld tuberculose bij koeien, stieren en buffels. Lidstaten moeten deze ziekten daarom verplicht bestrijden. Lidstaten waar de ziekte niet voorkomt moeten maatregelen nemen om vrij te blijven van de ziekte.
• Dierziekten van categorie C zijn ziekten die minder besmettelijk zijn en die de Europese Unie wil indammen. Bijvoorbeeld de ziekte van Aujesky bij varkens en koeiengriep bij runderen. Lidstaten bepalen zelf of ze de ziekte willen uitroeien en of ze bij een uitbraak bedrijven afsluiten om verdere verspreiding te voorkomen.
• Dierziekten van categorie D zijn dierziekten die zich via internationale handelaren, vervoerders of reizigers verspreiden en die de Europese Unie wil indammen. Bijvoorbeeld abortus blauw bij varkens en verkoudheid (mycoplasma) bij kippen. Landen moeten voldoen aan Europese regels voor vervoer van en naar de EU en erbinnen.

Dierziekten van categorie E zijn dierziekten die in de gaten gehouden moeten worden. Bijvoorbeeld Q-koorts bij geiten en paratuberculose bij runderen. Lidstaten moeten zich houden aan Europese regels om deze ziekten te melden.

Internationaal

Het verkeer van paarden binnen de EU en de invoer van paarden vanuit derde landen is geregeld in Richtlijn 90/426/EEG van de Raad van 26 juni 1990 tot vaststelling van veterinairrechtelijke voorschriften voor het verkeer van paardachtigen en de invoer van paardachtigen uit derde landen. Hierin staan alleen specifieke bepalingen voor Afrikaanse paardenpest, VEE, dourine en kwade droes genoemd, zoals hieronder aangegeven. Wel kunnen volgens artikel 13 lid 2b aanvullende waarborgen geëist worden voor ziekten die in de Gemeenschap exotisch zijn.

Artikel 13
1. De paardachtigen moeten afkomstig zijn uit derde landen:
a) welke vrij zijn van paardenpest;
b) welke sedert twee jaar vrij zijn van Venezolaanse paardenencefalomyelitis (VEE);
c) welke sedert zes maanden vrij zijn van dourine en van kwade droes.

2. Volgens de procedure van artikel 24 kan de Commissie
a) beslissen dat lid 1 slechts voor een gedeelte van het grondgebied van een derde land geldt. In geval van regionalisering van de vereisten ten aanzien van paardenpest dienen ten minste de in artikel 5, leden 2 en 3, genoemde maatregelen in acht te worden genomen;
b) aanvullende waarborgen eisen voor ziekten die in de Gemeenschap exotisch zijn.

---

Websites en literatuur

Websites

• www.WOAH.int
• www.ec.europa.eu
• www.rijksoverheid.nl/ministeries/ez/
• www.nvwa.nl
• www.dierengezondheidszorg.be    
• www.wur.nl    
• www.defra.gov.uk/animal-diseases/
• http://www.fao.org/    
• http://www.ec.europa.eu/
• http://www.cfsph.iastate.edu/    
• http://www.vet.uga.edu/vpp/gray_book/fad/cbp.php

Literatuur

1. Aklilu N, Batten C, Gelaye E, Jenberie S, Ayelet G, Wilson A, Belay A, Asfaw Y, Oura C, Maan S, Bachanek-Bankowska K, Mertens PP. African Horse Sickness Outbreaks Caused by Multiple Virus Types in Ethiopia. Transbound Emerg Dis. 2012.
2. Alberca B, Bachanek-Bankowska K, Cabana M, Calvo-Pinilla E, Viaplana E, Frost L, Gubbins S, Urniza A, Mertens P, Castillo-Olivares J. Vaccination of horses with a recombinant modified vaccinia Ankara virus (MVA) expressing African horse sickness (AHS) virus major capsid protein VP2 provides complete clinical protection against challenge. Vaccine. 2014;32:3670-4.
3. Assefa A, Tibebu A, Bihon A, Dagnachew A, Muktar Y. Ecological niche modeling predicting the potential distribution of African horse sickness virus from 2020 to 2060. Sci Rep. 2022 Feb 2;12(1):1748.
4. Ayelet G, Derso S, Jenberie S, Tigre W, Aklilu N, Gelaye E, Asmare K. Outbreak investigation and molecular characterization of African horse sickness virus circulating in selected areas of Ethiopia. Acta Trop. 2013 Aug;127(2):91-6.
5. Bachanek-Bankowska K, Maan S, Castillo-Olivares J, Manning NM, Maan NS, Potgieter AC, Di Nardo A, Sutton G, Batten C, Mertens PP. Real time RT-PCR assays for detection and typing of African horse sickness virus. PLoS One. 2014 Apr 10;9(4).
6. Backer JA, Nodelijk G. Transmission and control of African horse sickness in The Netherlands: a model analysis. PLoS One. 2011;6(8):
7. Baker T, Carpenter S, Gubbins S, Newton R, Lo Iacono G, Wood J, Harrup LE. Can insecticide-treated netting provide protection for Equids from Culicoides biting midges in the United Kingdom? Parasit Vectors. 2015 Nov 25;8:604.
8. Barnard BJ. Epidemiology of African horse sickness and the role of the zebra in South Africa. Arch Virol Suppl. 1998;14:13-9.
9. Bianchini et al. Prioritization of livestock transboundary diseases in Belgium using a multicriteria decision analysis tool based on drivers of emergence. Transboundary Emerging Diseases 2019, September 14.
10. Brown C. & Torres A. Eds. (2008). – USAHA Foreign Animal Diseases, Seventh Edition.
11. Castillo-Olivares J. Final report for OIE project 2.4 Evaluation on the availability and efficacy of AHSV vaccines and vaccine candidates. September 2017.
12. Chapman GE, Baylis M, Archer DC. Survey of UK horse owners' knowledge of equine arboviruses and disease vectors. Vet Rec. 2018 Aug 4;183(5):159.
13. Clift SJ, Williams MC, Gerdes T, Smit MM. Standardization and validation of an immunoperoxidase assay for the detection of African horse sickness virus in formalin-fixed, paraffin-embedded tissues. J Vet Diagn Invest. 2009 Sep;21(5):655-67. 11
14. Coetzer J.A.W., & Tustin R.C., Eds. (2004). – Infectious Diseases of Livestock, 2nd Edition. Cape Town, South Africa: Oxford University Press Southern Africa.
15. Del Río R, Barceló C, Paredes-Esquivel C, Lucientes J, Miranda MA. Susceptibility of Culicoides species biting midges to deltamethrin-treated nets as determined under laboratory and field conditions in the Balearic Islands, Spain. Med Vet Entomol. 2014;28:414-20.
16. de Vos CJ, Hoek CA, Nodelijk G. Risk of introducing African horse sickness virus into the Netherlands by international equine movements. Prev Vet Med. 2012 Sep 15;106(2):108-22.
17. Diouf ND, Etter E, Lo MM, Lo M, Akakpo AJ. Outbreaks of African horse sickness in Senegal, and methods of control of the 2007 epidemic. Vet Rec. 2013 Feb 9;172(6):152.
18. Durr PA, Graham K, van Klinken RD. Seller’s revisited: a big data reassessment of historical outbreaks of bluetongue and African horse sickness due to long-distance wind dispersion of Culicoides midges. Frontiers in Vet Science 2017; 4: 1-16.
19. El Garch H, Crafford JE, Amouyal P, Durand PY, Edlund Toulemonde C, Lemaitre L, Cozette V, Guthrie A, Minke JM. An African horse sickness virus serotype 4 recombinant canarypox virus vaccine elicits specific cell-mediated immune responses in horses. Vet Immunol Immunopathol. 2012 Sep ;149(1-2):76-85.
20. Fauquet, C., Fauquet, M., & Mayo M.A. Eds. (2005). – Virus Taxonomy: VIIIth Report of the International Committee On Taxonomy Of Viruses. London: Elsevier/Academic Press.
21. Fernández-Pinero J, Fernández-Pacheco P, Rodríguez B, Sotelo E, Robles A, Arias M, Sánchez-Vizcaíno JM. Rapid and sensitive detection of African horse sickness virus by real-time PCR. Res Vet Sci. 2009 Apr;86(2):353-8.
22. Fowler VL, Howson ELA, Flannery J, Romito M, Lubisi A, Aguero M, Mertens P, Batten CA, Warren HR, Castillo-Olivares J. Development of a novel reverse transcription loop-mediated isothermal amplification assay for the rapid detection of African Horse Sickness virus. Transboundary and Emerging Diseases 2017; 64: 1579 – 1588. 20
23. Gordon S, Bolwell C, Rogers C, Guthrie A, Magunda F, Hove P. Descriptive epidemiology of African horse sickness in Zimbabwe. Onderstepoort J Vet Res. 2013 May 24;80(1):E1-5.
24. Grewar JD, Weyer CT, Venter GJ, van Helden LS, Burger P, Guthrie AJ, Coetzee P, Labuschagne K, Bührmann G, Parker BJ, Thompson PN. A field investigation of an African horse sickness outbreak in the controlled area of South Africa in 2016. Transbound Emerg Dis. 2018 Nov 18.
25. Guichard S, Guis H, Tran A, Garros C, Balenghien T, Kriticos DJ. Worldwide Niche and Future Potential Distribution of Culicoides imicola, a Major Vector of Bluetongue and African Horse Sickness Viruses. PLoS One. 2014;9(11)
26. Guthrie AJ, Maclachlan NJ, Joone C, Lourens CW, Weyer CT, Quan M, Monyai MS, Gardner IA. Diagnostic accuracy of a duplex real-time reverse transcription quantitative PCR assay for detection of African horse sickness virus. J Virol Methods. 2013 Apr;189(1):30-5.
27. Guthrie AJ, Quan M, Lourens CW, Audonnet JC, Minke JM, Yao J, He L, Nordgren R, Gardner IA, Maclachlan NJ. Protective immunization of horses with a recombinant canarypox virus vectored vaccine co-expressing genes encoding the outer capsid proteins of African horse sickness virus. Vaccine 2009 Jul 16;27 (33):4434-8.
28. Hanekom J, Lubisi BA, Leisewitz A, Guthrie A, Fosgate GT. The seroprevalence of African horse sickness virus, and risk factors to exposure, in domestic dogs in Tshwane, South Africa. Prev Vet Med. 2023 Apr;213:105868.
29. Kamyingkird K, Choocherd S, Chimnoi W, Klinkaew N, Kengradomkij C, Phoosangwalthong P, Thammasonthijarern N, Pattanatanang K, Inpankaew T, Phasuk J, Nimsuphan B. Molecular Identification of Culicoides Species and Host Preference Blood Meal in the African Horse Sickness Outbreak-Affected Area in Hua Hin District, Prachuap Khiri Khan Province, Thailand. Insects. 2023 Apr 8;14(4):369.
30. Koekemoer JJ. Serotype-specific detection of African horsesickness virus by real-time PCR and the influence of genetic variations. J Virol Methods. 2008 Dec;154(1-2):104-10.
31. Lelli R, Molini U, Ronchi GF, Rossi E, Franchi P, Ulisse S, Armillotta G,Capista S, Khaiseb S, Di Ventura M, Pini A. Inactivated and adjuvanted vaccine for the control of the African horse sickness virus serotype 9 infection: evaluation of efficacy in horses and guinea-pig model. Vet Ital. 2013 Jan-Mar;49(1):89-98.
32. Lincoln VJ, Page PC, Kopp C, Mathis A, von Niederhäusern R, Burger D, Herholz C. Protection of horses against Culicoides biting midges in different housing systems in Switzerland. Vet Parasitol. 2015 Jun 15;210(3-4):206-14.
33. Maan NS, Maan S, Nomikou K, Belaganahalli MN, Bachanek-Bankowska K, Mertens PP. Serotype specific primers and gel-based RT-PCR assays for 'typing' African horse sickness virus: identification of strains from Africa. PLoS One 2011;6(10).
34. Maurer LM, Paslaru A, Torgerson PR, Veronesi E, Mathis A. Vector competence of Culicoides biting midges from Switzerland for African horse sickness virus and epizootic haemorrhagic disease virus. Schweiz Arch Tierheilkd. 2022 Jan;164(1):66-70.
35. Mellor P.S. & Hamblin C. (2004). – African Horse Sickness: Review Article. Vet. Res., 35, 445–466.
36. Mellor PS, Boorman J. The transmission and geographical spread of African horse sickness and bluetongue viruses. Ann Trop Med Parasitol. 1995 Feb;89(1):1-15.
37. Mellor PS, Hamblin C. African horse sickness. Vet Res. 2004 Jul-Aug;35(4):445-66.
38. Mellor PS. Epizootiology and vectors of African horse sickness virus. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 1994 Aug-Nov;17(3-4):287-96.
39. Monaco F, Polci A, Lelli R, Pinoni C, Di Mattia T, Mbulu RS, Scacchia M, Savini G. A new duplex real-time RT-PCR assay for sensitive and specific detection of African horse sickness virus. Mol Cell Probes. 2011 Apr-Jun;25(2-3):87-93.
40. Newton R. Developing vaccines against African horse sickness. Vet Rec. 2016 Jul 30;179(5):128.
41. Page PC, Labuschagne K, Venter GJ, Schoeman JP, Guthrie AJ. Field and in vitro insecticidal efficacy of alphacypermethrin-treated high density polyethylene mesh against Culicoides biting midges in South Africa. Vet Parasitol. 2014; 203:184-8.
42. Page P, Ganswindt A, Schoeman J, Venter G, Guthrie A. The effect of alphacypermethrin-treated mesh protection against African horse sickness virus vectors on jet stall microclimate, clinical variables and faecal glucocorticoid metabolites of horses. BMC Vet Res 2017; 13: 283.
43. Robin M, Archer D, Garros C, Gardès L, Baylis M. The threat of midge-borne equine disease: investigation of Culicoides species on UK equine premises. Vet Rec. 2014;174:301.
44. Quan M, Lourens CW, MacLachlan NJ, Gardner IA, Guthrie AJ. Development and optimisation of a duplex real-time reverse transcription quantitative PCR assay targeting the VP7 and NS2 genes of African horse sickness virus. J Virol Methods 2010 Jul;167(1):45-52.
45. Rathogwa NM, Quan M, Smit JQ, Lourens C, Guthrie AJ, van Vuuren M. Development of a real time polymerase chain reaction assay for equine encephalosis virus. J Virol Methods. 2014 Jan;195:205-10.
46. Rattanamas K, Taesuji M, Kulthonggate U, Jantafong T, Mamom T, Ruenphet S. Sensitivity of RNA viral nucleic acid-based detection of avian influenza virus, Newcastle disease virus, and African horse sickness virus on flinders technology associates card using conventional reverse-transcription polymerase chain reaction. Vet World. 2022 Nov;15(11):2754-2759.
47. Robin M, Page P, Archer D, Baylis M. African horse sickness: The potential for an outbreak in disease-free regions and current disease control and elimination techniques. Equine Vet J. 2016 Sep;48(5):659-69.
48. Rodriguez M, Hooghuis H, Castaño M. Current status of the diagnosis and control of African horse sickness. Vet Res. 1993;24(2):189-97.
49. Ronchi GF, Ulisse S, Rossi E, Franchi P, Armillotta G, Capista S, Peccio A, Di Ventura M, Pini A. Immunogenicity of two adjuvant formulations of an inactivated African horse sickness vaccine in guinea-pigs and target animals. Vet Ital. 2012 Jan-Mar;48(1):55-76.
50. Sánchez-Vizcaíno JM. Control and eradication of African horse sickness with vaccine. Dev Biol (Basel). 2004;119:255-8.
51. Scacchia M, Lelli R, Peccio A, Di Mattia T, Mbulu RS, Hager AL, Monaco F, Savini G, Pini A. African horse sickness: a description of outbreaks in Namibia. Vet Ital. 2009 Apr-Jun;45(2):255-64, 265-74.
52. Schliewert EC, Hooijberg EH, Steyn JS, Potgieter C, Fosgate GT, Goddard A. Experimental infection with African Horse Sickness Virus in horses induces only mild temporal hematologic changes and acute phase reactant response. Am J Vet Res. 2022 Oct 13;83(11):1-11.
53. Sergeant ES, Grewar JD, Weyer CT, Guthrie AJ. Quantitative risk assessment for African horse sickness in live horses exported from South Africa. PLoS ONE 2016; 11: 1-20.
54. Sinclair M, Bührmann G, Gummow B. An epidemiological investigation of the African horsesickness outbreak in the Western Cape Province of South Africa in 2004 and its relevance to the current equine export protocol. J S Afr Vet Assoc. 2006 Dec;77(4):191-6.
55. Spickler, A.R. & Roth, J.A. (2009). – Technical Fact Sheets. Website accessed in 2009. Iowa State University, College of Veterinary Medicine - http://www.cfsph.iastate.edu/DiseaseInfo/factsheets.htm
56. Stern AW. African horse sickness. Compend Contin Educ Vet. 2011 Aug;33(8):E1-5.
57. Thompson GM, Jess S, Murchie AK. A review of African horse sickness and its implications for Ireland. Ir Vet J. 2012 Jul 5;65(1):9.
58. Van den Boom R, Sloet van Oldruitenborgh-Oosterbaan MM. Can Europe learn lessons from African horse sickness in Senegal? Vet Rec. 2013 Feb 9;172(6):150-1.
59. van Rijn PA, van de Water SG, Feenstra F, van Gennip RG. Requirements and comparative analysis of reverse genetics for bluetongue virus (BTV) and African horse sickness virus (AHSV). Virol J. 2016 Jul 2;13:119.
60. van Rijn PA, Maris-Veldhuis MA, Boonstra J, van Gennip RGP. Diagnostic DIVA tests accompanying the Disabled Infectious Single Animal (DISA) vaccine platform for African horse sickness. Vaccine. 2018 Jun 14;36(25):3584-3592.
61. van Rijn PA, Maris-Veldhuis MA, Potgieter CA, van Gennip RGP. African horse sickness virus (AHSV) with a deletion of 77 amino acids in NS3/NS3a protein is not virulent and a safe promising AHS Disabled Infectious Single Animal (DISA) vaccine platform. Vaccine. 2018 Apr 5;36(15):1925-1933.
62. Venter GJ, Koekemoer JJ, Paweska JT. Investigations on outbreaks of African horse sickness in the surveillance zone in South Africa. Rev Sci Tech. 2006 Dec;25(3):1097-109.
63. Verhoef FA, Venter GJ, Weldon CW. Thermal limits of two biting midges, Culicoides imicola Kieffer and C. bolitinos Meiswinkel (Diptera: Ceratopogonidae). Parasit Vectors. 2014;7:384.
64. Weyer CT, Quan M, Joone C, Lourens CW, MacLachlan NJ, Guthrie AJ. African horse sickness in naturally infected, immunised horses. Equine Vet J. 2013 Jan;45(1):117-9.
65. Weyer CT, Grewar JD, Burger P, Rossouw E, Lourens C, Joone C, le Grange M, Coetzee P, Venter E, Martin DP, MacLachlan NJ, Guthrie AJ. African Horse Sickness Caused by Genome Reassortment and Reversion to Virulence of Live, Attenuated Vaccine Viruses, South Africa, 2004-2014. Emerg Infect Dis. 2016 Dec 15;22(12).
66. World Organisation for Animal Health (2008). – Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals. OIE, Paris.
67. World Organisation for Animal Health (2009). – Online World Animal Health Information Database (WAHID).
68. World Organisation for Animal Health (2009). – Terrestrial Animal Health Code. WOAH, Paris.
69. Zientara S, Weyer CT, Lecollinet S. African horse sickness. Rev Sci Tech. 2015 Aug;34(2):315-27.